Μοριακή διερεύνηση και γεωγραφική κατανομή της μόλυνσης από Leishmania spp σε δεσποζόμενες και αδέσποτες γάτες (Felis catus) στη Θεσσαλία

PDF (English)
Δημοσιευμένα: Jan 29, 2018
DOI: https://doi.org/10.12681/jhvms.15553
Λέξεις-κλειδιά:
γάτες γεωγραφική κατανομή Ελλάδα ITS1 Leishmania spp
A. GIANNAKOPOULOS
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
C. N. TSOKANA
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
E. PAPADOPOULOS
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, Aristotle University of Thessaloniki
V. SPYROU
Department of Animal Production, Technological Educational Institute of Thessaly
D. C. CHATZOPOULOS
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
G. VALIAKOS
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
A. TOULOUDI
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
L. V. ATHANASIOU
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
C. BILLINIS
School of Health Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Thessaly
Περίληψη

Σκοπός αυτής της μελέτης ήταν ο προσδιορισμός του επιπολασμού της μόλυνσης και η αναφορά της γεωγραφικής κατανομής των μολυσμένων γατών από πρωτόζωα του γένους Leishmania spp στη Θεσσαλία, μια περιοχή ενδημική για τη λεϊσμανίωση του σκύλου και των ανθρώπων. Δείγματα αίματος συλλέχθηκαν από 150 γάτες (34 αδέσποτες και 115 δεσποζόμενες) από τις Περιφέρειες Λάρισας (ν=6) , Βόλου (ν=94), Τρικάλων (ν=30) και Καρδίτσας (ν=20). Για κάθε γάτα που συμπεριλήφθηκε στη μελέτη, συλλέχθηκαν δημογραφικά δεδομένα και στοιχεία σχετικά με τις συνθήκες διαβίωσης. Τα δείγματα εξετάστηκαν με τη μέθοδο της ένθετης αλυσιδωτής αντίδρασης πολυμεράσης για την ενίσχυση της περιοχής Internal Transcribed Spacer 1 (ITS1 nested PCR) του γονιδιωμάτος του πρωτόζωου Leishmania spp. Τα γεωγραφικά συστήματα πληροφοριών (GIS) χρησιμοποιήθηκαν για τον προσδιορισμό της γεωγραφικής κατανομής των μολυσμένων γατών ως προς τις χρήσεις γης και το υψόμετρο. Συνολικά, το 13.3% (95% CI: 8.3-19.8) των γατών που εξετάστηκαν βρέθηκε θετικό στην παρουσία του DNA του πρωτόζωου Leishmania spp. Ειδικότερα, ο επιπολασμός των PCR θετικών γατών βρέθηκε να είναι 12.8% (95% CI 6.8-21.2) στην Περιφέρεια Βόλου, 20% (95% CI 7.7-38.6) στην Περιφέρεια Τρικάλων και 10% (95% CI 12-31.7) στην Περιφέρεια Καρδίτσας ενώ καμία από τις έξι γάτες που εξετάστηκαν από την Περιφέρεια Λάρισας δεν βρέθηκε PCR θετική. Οι γάτες που βρέθηκαν θετικές στην παρουσία του DNA του πρωτόζωου Leishmania spp ζούσαν σε αστικές περιοχές και σε καλλιεργούμενες και διαχειριζόμενες εκτάσεις με μέσο υψόμετρο 81,7 μέτρα (εύρος 14 - 225 ± 51.57 SD) από το επίπεδο της θάλασσας. Από τη στατιστική ανάλυση δεν προέκυψε καμία σημαντική συσχέτιση μεταξύ της μόλυνσης από Leishmania spp και των δημογραφικών δεδομένων ή των συνθηκών διαβίωσης των γατών καταδεικνύοντας ότι η μόλυνση είναι ομοιόμορφα κατανεμημένη στον πληθυσμό των γατών που ελέγχθηκε. Τα ευρήματα αυτής της μελέτης σε συνδυασμό με την παρουσία κατάλληλων διαβιβαστών του πρωτόζωου Leishmania infantum στη Θεσσαλία, ενισχύουν την υπόθεση ότι οι γάτες μπορεί να λειτουργούν σαν δεξαμενή των πρωτόζωων Leishmania spp στην περιοχή και υπογραμμίζει την ανάγκη για επιτήρηση του πληθυσμού των γατών καθώς και για εφαρμογή προληπτικών μέτρων. Παρ’όλα αυτά, ο ρόλος της γάτας στη διατήρηση και τη μετάδοση των πρωτόζωων Leishmania spp δεν έχει ακόμα καθοριστεί και αξίζει περεταίρω διερεύνηση.

Λεπτομέρειες άρθρου
  • Ενότητα
  • Research Articles
Creative Commons License

Αυτή η εργασία είναι αδειοδοτημένη υπό το CC Αναφορά Δημιουργού – Μη Εμπορική Χρήση 4.0.

Οι συγγραφείς των άρθρων που δημοσιεύονται στο περιοδικό διατηρούν τα δικαιώματα πνευματικής ιδιοκτησίας επί των άρθρων τους, δίνοντας στο περιοδικό το δικαίωμα της πρώτης δημοσίευσης.

Άρθρα που δημοσιεύονται στο περιοδικό διατίθενται με άδεια Creative Commons 4.0 Non Commercial και σύμφωνα με την άδεια μπορούν να χρησιμοποιούνται ελεύθερα, με αναφορά στο/στη συγγραφέα και στην πρώτη δημοσίευση για μη κερδοσκοπικούς σκοπούς.

Οι συγγραφείς μπορούν να καταθέσουν το άρθρο σε ιδρυματικό ή άλλο αποθετήριο ή/και να το δημοσιεύσουν σε άλλη έκδοση, με υποχρεωτική την αναφορά πρώτης δημοσίευσης στο J Hellenic Vet Med Soc

Οι συγγραφείς ενθαρρύνονται να καταθέσουν σε αποθετήριο ή να δημοσιεύσουν την εργασία τους στο διαδίκτυο πριν ή κατά τη διαδικασία υποβολής και αξιολόγησής της.

Λήψεις
Τα δεδομένα λήψης δεν είναι ακόμη διαθέσιμα.
Αναφορές
Afonso MM dos S, Duarte R, Miranda JC, et al (2012) Studies on the Feeding Habits of Lutzomyia (Lutzomyia) longipalpis (Lutz& Neiva, 1912) (Diptera: Psychodidae: Phlebotominae) Populations from Endemic Areas of American VisceralLeishmaniasis in Northeastern Brazil. J Trop Med 2012:1–5.
Athanasiou LV, Kontos VI, Saridomichelakis MN, et al (2012) A crosssectional sero-epidemiological study of canine leishmaniasis in Greek mainland. Acta Trop 122:291–295.
Ayllón T, Diniz PPVP, Breitschwerdt EB, et al (2012) Vector-borne diseases in client-owned and stray cats from Madrid, Spain. Vector Borne Zoonotic Dis Larchmt N 12:143–150.
Ayllon T, Tesouro MA, Amusategui I, et al (2008) Serologic and molecular evaluation of Leishmania infantum in cats from Central Spain. Ann N Y Acad Sci 1149:361–364.
Baum M, Ribeiro MCV da C, Lorosa ES, et al (2013) Eclectic feeding behavior of Lutzomyia (Nyssomyia) intermedia (Diptera, Psychodidae, Phlebotominae) in the transmission area of American cutaneous leishmaniasis, state of Paraná, Brazil. Rev Soc Bras Med Trop 46:560–565.
Cardoso L, Lopes AP, Sherry K, et al (2010) Low seroprevalence of Leishmania infantum infection in cats from northern Portugal based on DAT and ELISA. Vet Parasitol 174:37–42.
Chatzis MK, Andreadou M, Leontides L, et al (2014) Cytological and molecular detection of Leishmania infantum in different tissues of clinically normal and sick cats. Vet Parasitol 202:217–225.
da Silva SM, Rabelo PFB, Gontijo N de F, et al (2010) First report of infection of Lutzomyia longipalpis by Leishmania (Leishmania) infantum from a naturally infected cat of Brazil. Vet Parasitol 174:150–154.
de Almeida Ferreira S, Leite RS, Ituassu LT, et al (2012) Canine skin and conjunctival swab samples for the detection and quantification of Leishmania infantum DNA in an endemic urban area in Brazil. PLoS Negl Trop Dis 6:e1596.
De Colmenares M, Portús M, Botet J, et al (1995) Identification of blood meals of Phlebotomus perniciosus (Diptera: Psychodidae) in Spain by a competitive enzyme-linked immunosorbent assay biotin/avidin method. J Med Entomol 32:229–233.
Diakou A, Papadopoulos E, Lazarides K (2009) Specific anti-Leishmania spp. antibodies in stray cats in Greece. J Feline Med Surg 11:728–730.
Domenikiotis C, Spiliotopoulos M, Tsiros E, Dalezios NR (2005) Remotely sensed estimation of annual cotton production under different environmental conditions in Central Greece. Phys Chem Earth Parts ABC 30:45–52.
Ferreira S de A, Ituassu LT, de Melo MN, de Andrade ASR (2008) Evaluation of the conjunctival swab for canine visceral leishmaniasis diagnosis by PCR-hybridization in Minas Gerais State, Brazil. Vet Parasitol 152:257–263.
Francino O, Altet L, Sánchez-Robert E, et al (2006) Advantages of real-time PCR assay for diagnosis and monitoring of canine leishmaniosis. Vet Parasitol 137:214–221.
Gkolfinopoulou K, Bitsolas N, Patrinos S, et al (2013) Epidemiology of human leishmaniasis in Greece, 1981-2011. Euro Surveill 18:20532
Hatam GR, Adnani SJ, Asgari Q, et al (2010) First report of natural infection in cats with Leishmania infantum in Iran. Vector Borne Zoonotic Dis Larchmt N 10:313–316.
Johnson RN, Ngumbi PM, Mwanyumba JP, Roberts CR (1993) Host feeding preference of Phlebotomus guggisbergi, a vector of Leishmania tropica in Kenya. Med Vet Entomol 7:216–218.
Lachaud L, Chabbert E, Dubessay P, et al (2001) Comparison of various sample preparation methods for PCR diagnosis of visceral leishmaniasis using peripheral blood. J Clin Microbiol 39:613–617.
Leite RS, Ferreira S de A, Ituassu LT, et al (2010) PCR diagnosis of visceral leishmaniasis in asymptomatic dogs using conjunctival swab samples. Vet Parasitol 170:201–206.
Lombardo G, Pennisi MG, Lupo T, et al (2012) Detection of Leishmania infantum DNA by real-time PCR in canine oral and conjunctival swabs and comparison with other diagnostic techniques. Vet Parasitol 184:10–17.
Maia C, Campino L (2011) Can domestic cats be considered reservoir hosts of zoonotic leishmaniasis? Trends Parasitol 27:341–344.
Maia C, Gomes J, Cristóvão J, et al (2010) Feline Leishmania infection in a canine leishmaniasis endemic region, Portugal. Vet Parasitol 174:336–340.
Maia C, Nunes M, Campino L (2008) Importance of cats in zoonotic leishmaniasis in Portugal. Vector Borne Zoonotic Dis Larchmt N 8:555–559.
Maia C, Ramos C, Coimbra M, et al (2015) Prevalence of Dirofilaria immitis antigen and antibodies to Leishmania infantum in cats from southern Portugal. Parasitol Int 64:154–156.
Manna L, Gravino AE, Picillo E, et al (2008) Leishmania DNA quantification by real-time PCR in naturally infected dogs treated with miltefosine. Ann N Y Acad Sci 1149:358–360.
Manna L, Vitale F, Reale S, et al (2004) Comparison of different tissue sampling for PCR-based diagnosis and follow-up of canine visceral leishmaniosis. Vet Parasitol 125:251–262.
Maroli M, Jalouk L, Al Ahmed M, et al (2009) Aspects of the bionomics of Phlebotomus sergenti sandflies from an endemic area of anthroponotic cutaneous leishmaniasis in Aleppo Governorate, Syria. Med Vet Entomol 23:148–154.
Maroli M, Pennisi MG, Di Muccio T, et al (2007) Infection of sandflies by a cat naturally infected with Leishmania infantum. Vet Parasitol 145:357–360.
Martín-Sánchez J, Acedo C, Muñoz-Pérez M, et al (2007) Infection by Leishmania infantum in cats: epidemiological study in Spain. Vet Parasitol 145:267–273.
Millán J, Zanet S, Gomis M, et al (2011) An investigation into alternative reservoirs of canine leishmaniasis on the endemic island of Mallorca (Spain). Transbound Emerg Dis 58:352–357.
Miró G, Rupérez C, Checa R, et al (2014) Current status of L. infantum infection in stray cats in the Madrid region (Spain): implications for the recent outbreak of human leishmaniosis? Parasit Vectors 7:112.
Nasereddin A, Salant H, Abdeen Z (2008) Feline leishmaniasis in Jerusalem: serological investigation. Vet Parasitol 158:364–369.
Ntais P, Sifaki-Pistola D, Christodoulou V, et al (2013) Leishmaniases in Greece. Am J Trop Med Hyg 89:906–915.
Ogusuku E, Perez JE, Paz L, et al (1994) Identification of bloodmeal sources of Lutzomyia spp. in Peru. Ann Trop Med Parasitol 88:329–335.
Paşa S, Tetik Vardarlı A, Erol N, et al (2015) Detection of Leishmania major and Leishmania tropica in domestic cats in the Ege Region of Turkey. Vet Parasitol. doi: 10.1016/j.vetpar.2015.07.042
Pennisi MG (2015) Leishmaniosis of companion animals in Europe: An update. Vet Parasitol 208:35–47.
Pennisi M-G, Cardoso L, Baneth G, et al (2015) LeishVet update and recommendations on feline leishmaniosis. Parasit Vectors. doi:10.1186/s13071-015-0909-z
Pennisi MG, Hartmann K, Lloret A, et al (2013) Leishmaniosis in cats: ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg 15:638–642.
Quinnell RJ, Courtenay O (2009) Transmission, reservoir hosts and control of zoonotic visceral leishmaniasis. Parasitology 136:1915–1934.
Reithinger R, Lambson BE, Barker DC, Davies CR (2000) Use of PCR to detect Leishmania (Viannia) spp. in dog blood and bone marrow. J Clin Microbiol 38:748–751.
Saridomichelakis MN (2009) Advances in the pathogenesis of canine leishmaniosis: epidemiologic and diagnostic implications. Vet Dermatol 20:471–489.
Sherry K, Miró G, Trotta M, et al (2011) A serological and molecular study of Leishmania infantum infection in cats from the Island of Ibiza (Spain). Vector Borne Zoonotic Dis Larchmt N 11:239–245.
Sobrinho LSV, Rossi CN, Vides JP, et al (2012) Coinfection of Leishmania chagasi with Toxoplasma gondii, Feline Immunodeficiency Virus (FIV) and Feline Leukemia Virus (FeLV) in cats from an endemic area of zoonotic visceral leishmaniasis. Vet Parasitol 187:302–306.
Strauss-Ayali D, Jaffe CL, Burshtain O, et al (2004) Polymerase chain reaction using noninvasively obtained samples, for the detection of Leishmania infantum DNA in dogs. J Infect Dis 189:1729–1733.
Tabar M-D, Altet L, Francino O, et al (2008) Vector-borne infections in cats: molecular study in Barcelona area (Spain). Vet Parasitol 151:332–336.
Tsokana C.N., Athanasiou L.V., Valiakos G, et al (2014) Molecular Diagnosis of Leishmaniasis, Species Identification and Phylogenetic Analysis. In: Claborn D (ed) Leishmaniasis – Trends in Epidemiology, Diagnosis and Treatment. InTech
Tsokana CN, Sokos C, Giannakopoulos A, et al (2015) First evidence of Leishmania infection in European brown hare (Lepus europaeus) in Greece: GIS analysis and phylogenetic position within the Leishmania spp. Parasitol Res. doi: 10.1007/s00436-015-4749-8
Vilhena H, Martinez-Díaz VL, Cardoso L, et al (2013) Feline vectorborne pathogens in the north and centre of Portugal. Parasit Vectors 6:99.
Τα περισσότερο διαβασμένα άρθρα του ίδιου συγγραφέα(s)